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DNA提取方法的总结


DNA 提取方法的总结
细菌 DNA 的提取: (一) 试剂: 1. 抽提缓冲液 2% CTAB (W/V) 2% PVP K25 (w/v) (去色素) 100mM Tris-HCl (pH8.0) 25mM EDTA (pH8.0) 2.0M NaCl 2.10M LiCl 3. 2M LiCl 4.DEPC-water(抑制 RNA 酶活性) 5. 3M NaAc

(pH5.2) 6. 96% 乙醇 7. 70% 乙醇 步骤: 1.抽提缓冲液 65℃预热; 2. 加菌体到已经预热的缓冲液(700ul)中混匀,65℃,10min; 3. 加酚/氯仿/异戊醇(25:24:1) ,振荡,离心 12,000rpm,10min; 4.取上清,加氯仿/异戊醇(24:1)振荡,离心 12,000rpm,10min; 5. 取上清,重复 4 步骤; 6. 加入 1/10 体积的 3M 醋酸钠和 1.5 倍体积的乙醇(或加入等体积的异丙醇) ,-20C 沉淀; 11. 离心 12,000rpm,10min; 12. 弃上清,70%乙醇洗,也可以再用 100%乙醇洗,然后溶解于 100ml 水中。 (二)(我们常用的方法,但是有时有些细菌特别不好提,就用上面的方法) 1. 将菌株接种于液体 LB 培养基,37℃震荡培养过夜。 2. 取 1.5ml 培养物 12000rpm 离心 2min。 3. 沉淀物加入 567 ul 的 TE 缓冲液,反复吹打使之重新悬浮,加入 30ul 10%SDS 和 15ul 的蛋白酶 K,混 匀,于 37℃温育 1h. 4. 加入 100ul 5mol/L NaCl, 充分混匀,再加入 80ul CTAB/NaCl 溶液,混匀后再 65℃温育 10min。 5. 加入等体积的酚/氯仿/异戊醇混匀,离心 4-5min, 将上清转入一只新管中,加入 0.6-0.8 倍体积的异丙 醇,轻轻混合直到 DNA 沉淀下来,沉淀可稍加离心。 6. 沉淀用 1ml 的 70%乙醇洗涤后,离心弃乙醇. 真菌 DNA 的提取: (一) 1.取真菌菌丝 0.5g, 在液氮中迅速研磨成粉 2.加入 4mL 提取液,快速振荡混匀 3.加入等体积的 4mL 的氯仿:异戊醇(24:1),涡旋 3~5min(此处是粗提没有加酚,可以节约成本的哟! ) 4.1000rpm,4℃,5min 5.上清用体积的氯仿:异戊醇(24:1)再抽提一次(10,000 rpm,4℃离心 5 min) 6.取上清,加入 2/3 倍体积的-20℃预冷异丙醇或 2.5 倍体积的无水乙醇沉淀, 混匀, 静置约 30 min ulTE 中?7.用毛细玻棒挑出絮状沉淀, 用 75%乙醇反复漂洗数次, 再用无水乙醇漂洗 1 次, 吹干, 重悬于 500

8.加入 1 ul RNaseA (10 mg/mL) ,37℃处理 1 hr 9.用酚(pH8.0):氯仿:异戊醇(25:24:1)和氯仿:异戊醇(24:1)各抽提 1 次(10,000 rpm,4℃离心 5 min) 10.取上清,1/10V 3M NaAc,2.5V 体积的无水乙醇, -70℃沉淀 30 min 以上 11.沉淀用 75%乙醇漂洗,风干, 溶于 200 ulTE 中,-20 ℃保存备用 DNA 提取液:0.2M Tris-HCl(pH 7.5) ,0.5M NaCl,0.01M EDTA,1%SDS, 3M NaAc (二) 1.真菌菌丝 0.5-1 g, 在液氮中迅速研磨成粉 2.加入 3 mL 65℃预热的 DNA 提取缓冲液,快速振荡混匀 65℃水浴 30 min, 期间混匀 2-3 次 3.加入 1 mL 5M KAc,冰浴 20 min 4.等体积的氯仿:异戊醇(24:1)抽提 1 次(10,000 rpm,4℃离心 5 min) 5.取上清,加入 2/3 倍体积的-20℃预冷异丙醇, 混匀, 静置约 30 min L?6. 用毛细玻棒挑出絮状沉淀, 用 75%乙醇反复漂洗数次, 再用无水乙醇漂洗 1 次, 吹干, 重悬于 500 TE 中 7.加入 1 ul RNaseA (10 mg/mL) ,37℃处理 1 hr 8.用酚(pH8.0):氯仿:异戊醇(25:24:1)和氯仿:异戊醇(24:1)各抽提 1 次(10,000 rpm,4℃离心 5 min) 9.取上清,1/10V 3M NaAc,2.5V 体积的无水乙醇, -70℃沉淀 30 min 以上 10.沉淀用 75%乙醇漂洗,风干, 溶于 200 ul TE 中,-20 ℃保存备用。 以上是我们常用的方法.

碱裂解法从大肠杆菌制备质粒
为了方便理解,这里罗列一下碱法质粒抽提用到三种溶液:溶液 I,50 mM 葡萄糖 / 25 mM Tris-Cl / 10 mM EDTA,pH 8.0;溶液 II,0.2 N NaOH / 1% SDS;溶液 III,3 M 醋酸钾/ 2 M 醋酸。 让我们先来看看溶液 I 的作用。任何生物化学反应,首先要控制好溶液的 pH,因此用适当 浓度的和适当 pH 值的 Tris-Cl 溶液, 是再自然不过的了。 那么 50 mM 葡萄糖是干什么的呢? 说起来不可思议, 加了葡萄糖后最大的好处只是悬浮后的大肠杆菌不会快速沉积到管子的底 部。因此,如果溶液 I 中缺了葡萄糖其实对质粒的抽提本身而言,几乎没有任何影响。所以 说溶液 I 中葡萄糖是可缺的。那么 EDTA 呢?大家知道 EDTA 是 Ca2+和 Mg2+等二价金属 离子的螯合剂,配在分子生物学试剂中的主要作用是:抑制 DNase 的活性,和抑制微生物 生长。在溶液 I 中加入高达 10 mM 的 EDTA,无非就是要把大肠杆菌细胞中的所有二价金 属离子都螯合掉。如果不加 EDTA,其实也没什么大不了的,只要不磨洋工,只要是在不太 长的时间里完成质粒抽提,就不用怕 DNA 会迅速被降解,因为最终溶解质粒的 TE 缓冲液 中有 EDTA。如果哪天你手上正好缺了溶液 I,可不可以抽提质粒呢?实话告诉你,只要用 等体积的水, LB 培养基来悬浮菌体就可以了。 或 有一点不能忘的是, 菌体一定要悬浮均匀, 不能有结块。 轮到溶液 II 了。这是用新鲜的 0.4 N 的 NaOH 和 2%的 SDS 等体积混合后使用的。要新从 浓 NaOH 稀释制备 0.4 N 的 NaOH, 无非是为了保证 NaOH 没有吸收空气中的 CO2 而减弱 了碱性。很多人不知道其实破细胞的主要是碱,而不是 SDS,所以才叫碱法抽提。事实上 NaOH 是最佳的溶解细胞的试剂, 不管是大肠杆菌还是哺乳动物细胞, 碰到了碱都会几乎在 瞬间就溶解,这是由于细胞膜发生了从 bilayer(双层膜)结构向 micelle(微囊)结构的相

变化所导致。用了不新鲜的 0.4N NaOH,即便是有 SDS 也无法有效溶解大肠杆菌(不妨可 以自己试一下),自然就难高效率抽提得到质粒。如果只用 SDS 当然也能抽提得到少量质 粒,因为 SDS 也是碱性的,只是弱了点而已。很多人对 NaOH 的作用误以为是为了让基因 组 DNA 变性,以便沉淀,这是由于没有正确理解一些书上的有关 DNA 变性复性的描述所 导致。有人不禁要问,既然是 NaOH 溶解的细胞,那为什么要加 SDS 呢?那是为下一步操 作做的铺垫。这一步要记住两点:第一,时间不能过长,千万不要这时候去接电话,因为在 这样的碱性条件下基因组 DNA 片断会慢慢断裂; 第二, 必须温柔混合 (象对待女孩子一样) , 不然基因组 DNA 也会断裂。基因组 DNA 的断裂会带来麻烦,后面我再详细说明。 每个人都知道,溶液 III 加入后就会有大量的沉淀,但大部分人却不明白这沉淀的本质。最 容易产生的误解是,当 SDS 碰到酸性后发生的沉淀。如果你这样怀疑,往 1%的 SDS 溶 液中加如 2 M 的醋酸溶液看看就知道不是这么回事了。大量沉淀的出现,显然与 SDS 的加 入有关系。如果在溶液 II 中不加 SDS 会怎样呢,也会有少量的沉淀,但量上要少得多,显 然是盐析和酸变性沉淀出来的蛋白质。既然 SDS 不是遇酸发生的沉淀,那会不会是遇盐发 生的沉淀呢?在 1%的 SDS 溶液中慢慢加入 5 N 的 NaCl,你会发现 SDS 在高盐浓度下是 会产生沉淀的。因此高浓度的盐导致了 SDS 的沉淀。但如果你加入的不是 NaCl 而是 KCl, 你会发现沉淀的量要多的多。这其实是十二烷基硫酸钠 (sodium dodecylsulfate)遇到钾 离子后变成了十二烷基硫酸钾 (potassium dodecylsulfate, PDS),而 PDS 是水不溶的, 因此发生了沉淀。如此看来,溶液 III 加入后的沉淀实际上是钾离子置换了 SDS 中的纳离子 形成了不溶性的 PDS,而高浓度的盐,使得沉淀更完全。大家知道 SDS 专门喜欢和蛋白质 结合,平均两个氨基酸上结合一个 SDS 分子,钾钠离子置换所产生的大量沉淀自然就将绝 大部分蛋白质沉淀了,让人高兴的是大肠杆菌的基因组 DNA 也一起被共沉淀了。这个过程 不难想象,因为基因组 DNA 太长了,长长的 DNA 自然容易被 PDS 给共沉淀了,尽管 SDS 并不与 DNA 分子结合。那么 2 M 的醋酸又是为什么而加的呢?是为了中和 NaOH,因为长 时间的碱性条件会打断 DNA,所以要中和之。基因组 DNA 一旦发生断裂,只要是 50-100 kb 大小的片断,就没有办法再被 PDS 共沉淀了。所以碱处理的时间要短,而且不得激烈 振荡,不然最后得到的质粒上总会有大量的基因组 DNA 混入,琼脂糖电泳可以观察到一条 浓浓的总 DNA 条带。 很多人误认为是溶液 III 加入后基因组 DNA 无法快速复性就被沉淀了, 这是天大的误会,因为变性的也好复性的也好,DNA 分子在中性溶液中都是溶解的。NaOH 本来是为了溶解细胞而用的,DNA 分子的变性其实是个副产物,与它是不是沉淀下来其实 没有关系。溶液 III 加入并混合均匀后在冰上放置,目的是为了 PDS 沉淀更充分一点。 不要以为 PDS 沉淀的形成就能将所有的蛋白质沉淀了,其实还有很多蛋白质不能被沉淀, 因此要用酚/氯仿/异戊醇进行抽提,然后进行酒精沉淀才能得到质量稳定的质粒 DNA,不然 时间一长就会因为混入的 DNase 而发生降解。用 25/24/1 的酚/氯仿/异戊醇是有很多道理 的,这里做个全面的介绍。酚(Phenol)对蛋白质的变性作用远大于氯仿,按道理应该用 酚来最大程度将蛋白质抽提掉,但是水饱和酚的比重略比水重,碰到高浓度的盐溶液(比如 4M 的异硫氰酸胍),离心后酚相会跑到上层,不利于含质粒的水相的回收;但加入氯仿后 可以增加比重,使得酚/氯仿始终在下层,方便水相的回收;还有一点,酚与水有很大的互 溶性,如果单独用酚抽提后会有大量的酚溶解到水相中,而酚会抑制很多酶反应(比如限制 性酶切反应),应此如果单独用酚抽提后一定要用氯仿抽提一次将水相中的酚去除,而用酚 /氯仿的混合液进行抽提,跑到水相中的酚则少得多,微量的酚在乙醇沉淀时就会被除干净

而不必担心酶切等反应不能正常进行。 至于异戊醇的添加, 其作用主要是为了让离心后上下 层的界面更加清晰,也方便了水相的回收。 回收后的水相含有足够多的盐,因此只要加入 2 倍体积的乙醇,在室温放置几分钟后离心 就可以将质粒 DNA 沉淀出来。 这时候如果放到-20℃, 时间一长反而会导致大量盐的沉淀, 这点不同于普通的 DNA 酒精沉淀回收,所以不要过分小心了。高浓度的盐会水合大量的水 分子, 因此 DNA 分子之间就容易形成氢键而发生沉淀。 如果感觉发生了盐的沉淀, 就用 70% 的乙醇多洗几次,每次在室温放置一个小时以上,并用 tip 将沉淀打碎,就能得到好的样品。 得到的质粒样品一般用含 RNase(50 ug/ml)的 TE 缓冲液进行溶解,不然大量未降解的 RNA 会干扰电泳结果的。琼脂糖电泳进行鉴定质粒 DNA 时,多数情况下你能看到三条带, 但千万不要认为你看到的是超螺旋、 线性和开环这三条带。 碱法抽提得到质粒样品中不含线 性 DNA,不信的话你用 EcoRI 来线性化质粒后再进行琼脂糖电泳,就会看到线性质粒 DNA 的位置与这三条带的位置不一样。其实这三条带以电泳速度的快慢而排序,分别是超螺旋、 开环和复制中间体(即没有复制完全的两个质粒连在了一起)。如果你不小心在溶液 II 加 入后过度振荡,会有第四条带,这条带泳动得较慢,远离这三条带,是 20-100 kb 的大肠杆 菌基因组 DNA 的片断。

DNA 浓度和纯度的测定 分光光度法 浓度和纯度的测定--分光光度法
一、目的 熟练掌握分光光度法检测 DNA 纯度和浓度的方法。 二、原理 DNA 或 RNA 链上碱基的苯环结构在紫光区具有较强吸收,其吸收峰在 260nm 处。波长为 260nm 时,DNA 或 RNA 的光密度 OD260 不仅与总含量有关,也随构型而有差异。 对标准样品来说,浓度为 1?g / ml 时,DNA 钠盐的 OD260=0.02 当 OD260=1 时,dsDNA 浓度约为 50?g / ml ssDNA 浓度约为 37?g / ml RNA 浓度约为 40?g / ml 寡核苷酸浓度约为 30?g / ml(youyu 底物不同有差异) 当 DNA 样品中含有蛋白质、酚或其他小分子污染物时,会影响 DNA 吸光度的准确测定。 一般情况下同时检测同一样品的 OD260、OD280 和 OD230,计算其比值来衡量样品的纯度。 经验值: 纯 DNA:OD260/OD280≈1.8(>1.9,表明有 RNA 污染;<1。6,表明有蛋白质、酚等污染) 纯 RNA:1.7 <OD260/OD280<2.0(<1.7 时表明有蛋白质或酚污染;>2.0 时表明可能有 异硫氰酸残存) OD260/OD280 的比值用于估计核酸的纯度,OD260/OD230 估计去盐的程度。对于 RNA 纯制 品,其 OD260/OD280≈2.0,OD260/OD230 应大于 2。OD260/OD280<2.0 可能是蛋白污染所 致,可以增加酚抽提;OD260/OD230<2 说明去盐不充分,可能是 GIT 污染所致,可以再次沉淀和 70%乙醇洗涤。 三、材料、试剂及器具 1、 材料

提取的 PUC19 样品、PUC19 标准样品 2、 试剂 灭菌重蒸水,TE 缓冲液 3、 器皿 石英比色皿;UV-240 紫外分光光度计 四、操作步骤 1、 UV-240 紫外分光光度计开机预热 10min. 2、 用重蒸水洗涤比色皿,吸水纸吸干,加入 TE 缓冲液后,放入样品室的 S 池架上,关上 盖板。 3、 设定狭缝后校零。 4、 将标准样品和待测样品适当稀释 (DNA5?l 或 RNA4?l 用 TE 缓冲液稀释至 1000?l) 后, 记录编号和稀释度。 5、 把装有标准样品或待测样品的比色皿放进样品室的 S 架上,关闭盖板。 6、 设定紫外光波长,分别测定 230nm、260nm、280nm 波长时的 OD 值。 7、 计算待测样品的浓度与纯度。 DNA 样品的浓度(?g / ?l):OD260×稀释倍数×50/1000 RNA 样品的浓度(?g / ?l):OD260×稀释倍数×40/1000

有关质粒提取、RT-PCR 等参见 http://xiaozhuhua25.blog.163.com/blog/static/2582014520091194528207/


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